第五章　反應性氧代謝在腎損傷中的作用

體內的細胞在代謝及其生物反應過程中產生一系列反應性氧代謝產物（ROS），可簡稱為活性氧。過多的活性氧可以通過氧化DNA、蛋白質、多元不飽和脂肪酸等方式，尤其是脂質的過氧化反應造成腎臟損傷，加速腎臟功能的進展。過去ROS被認為只是一類損傷細胞的毒性物質，新近研究發現ROS還可通過調控細胞信號通路轉導、促進細胞表型轉化等多種機制發揮重要的生物學作用。

第一節　反應性氧代謝物的組成、來源及其病理生理作用

一、反應性氧代謝物的組成

ROS是生物體內有氧代謝過程中產生的活性產物。體內的氧在正常情況下接受四個電子，直接變成水。但在生物體中，氧也能部分還原產生可能有毒性的活性氧，目前研究中最主要的有六種含氧的自由基包括超氧陰離子O₂-、羥自由基OH-、過氧化氫H₂O₂、過氧化脂類（LOOH）、單線態氧（1O₂）和水（H₂O）。ROS的標準氧化還原電位高，氧化能量強，具有一定的毒性。

超氧陰離子和過氧化氫是反應性氧代謝產生的原發性化學物質[1]。反應過程中，鐵鹽起催化作用，超氧陰離子使Fe3+還原成Fe2+，Fe2+還原H₂O₂成OH-。

二、反應性氧代謝物的來源及其病理生理作用

ROS產生過程需要多種酶的參與，包括環氧化酶（cyclooxygenase）、脂氧化酶（lipoxygenase）、線粒體電子轉運鏈（mitochondrial electron transport chain）、黃嘌呤氧化酶（xanthine oxidase）、超氧化物歧化酶（Superoxide Dismutase，SOD）、細胞色素P450單氧化酶（cytochrome P450 monooxygenase）、血紅素氧化酶（heme oxygenase）及NAD(P)H氧化酶等[2,3]。

病理情況下，細胞內的氧代謝平衡被打破，抑制了線粒體清除氧自由基的能力，促進了ROS在體內的堆積。在缺氧情況下，大量ATP被水解成為ADP和AMP，并進一步被5’核苷酸酶代謝成為腺苷和次黃嘌呤核苷。次黃嘌呤核苷又進一步通過黃嘌呤氧化酶催化為能夠產生黃嘌呤和過氧化氫的次黃嘌呤。黃嘌呤氧化酶亦可幫助黃嘌呤產生尿酸和過氧化氫，加重腎臟髓質微環境的損傷。

血管細胞中存在多種重要的血管源性ROS，其形成是由于O₂氧化為O₂-，在SOD作用下，歧化成H₂O₂，H₂O₂在催化酶或GSH-PX作用下轉變成H₂O，或與Fe2+起反應生成OH-。此外，O₂-與NO快速反應生成ONOO-。

NAD(P)H氧化酶催化由氧和NAD(P)H作用產生的超氧陰離子，見下面的反應：NAD(P)H+2O₂→NADP++H++2O₂-。NAD(P)H氧化酶在巨噬細胞、嗜酸性粒細胞、單核細胞中大量存在，并成為ROS的主要來源。由NAD(P)H氧化酶產生的氧化劑包括過氧化物歧化產生的H₂O₂，2O₂-+2H+→O₂+H₂O₂。H₂O₂的代謝反應受到中性白細胞的髓過氧化酶（myeloperoxidase，MPO）調節，可產生高度毒性的ROS，包括次氯酸（HOCl）、O₂-、H₂O₂、OH-。

體內的一氧化氮（NO）合成與ROS產生之間有密切關系。體內的一氧化氮主要由一氧化氮合酶（NOS）作用產生。根據NOS表達的調節，將其分為三型：Ⅰ型主要存在于神經細胞，神經型NOS；Ⅱ型主要存在于巨噬細胞和中性粒細胞，稱為誘導型NOS；Ⅲ型主要存在于內皮細胞，稱為內皮型NOS。Ⅰ型和Ⅲ型在生理狀態下即有表達，Ⅱ型一般在生理狀態下不表達，在受細胞因子刺激后呈誘導性表達。活化的NOS可催化L-精氨酸中5個電子發生氧化，產生NO和瓜氨酸。

NO是一種具有廣泛生理活性的旁分泌調節劑，脂溶性小分子，有一定水溶性，在液體介質中可快速彌散，能自由穿透細胞膜而無損耗，因此可作為細胞內和細胞間的氣體信號分子。NO與氧及其代謝產物之間的反應，是體內最重要的生物反應。NO與氧均能以氣體形式相互作用生成二氧化氮（NO₂），但在液態環境中兩者相互作用主要生成亞硝酸鹽（NO₂-）。進入血流的NO能與血紅蛋白迅速結合，生成硝酸鹽（NO₃-），NO₂-和NO₃-缺乏細胞活性，可作為NO代謝的終末產物從尿中被排出。生理上，血管內皮細胞產生NO，通過激活可溶性鳥氨酸環化酶形成血管擴張的cGMP，調節全身的血管張力，是調節髓質和腎小球毛細血管血流必需的。而在許多病理狀態下，激活的炎癥細胞可產生大量NO。通過細胞因子的作用，腎臟固有細胞觸發產生大量ROS。

新近研究發現，NO自身毒性并不十分強，但當過氧化物超氧陰離子同時產生增多時，兩者可迅速發生反應，生成不穩定的中間產物，過氧化硝酸鹽（ONOO-）[1]。在氣體環境中ONOO-可迅速分解為OH-和NO₂；但在液體環境中，ONOO-可在堿性成分中以陰離子形式穩定存在。盡管存在時間不長，但ONOO-可使組織中硫基氧化，產生高度細胞毒性；還可作為氧化劑通過復雜機制，使鐵硫中心、鋅指結構以及蛋白質硫基等生物分子發生氧化；ONOO-還可使SOD的酪氨酸硝基化，從而易化缺血后細胞演變，使高劑量SOD喪失組織保護作用[4-6]。

第二節　反應性氧化代謝物在腎臟疾病中的作用

ROS研究一直是腎臟病學者關注的熱點問題，其可通過多種機制損傷腎臟，包括：直接損傷細胞DNA；活化和轉錄因子；改變細胞表型；影響細胞信號轉導系統以及誘導腎小管上皮細胞凋亡等。體內還同時存在ROS的清除體系，使機體內的ROS處于動態平衡，不致引起機體損傷。機體存在兩類抗氧化系統：①酶抗氧化系統，包括超氧化物歧化酶（SOD）、過氧化氫酶（CAT）、谷胱甘肽過氧化物酶（GSH-Px）等；②非酶抗氧化系統，包括維生素C、維生素E、谷胱甘肽（GSH）、α-硫辛酸、類胡蘿卜素、微量元素銅、鋅、硒等。兩者之間的失衡啟動了與超氧自由基產物的相關機制，從而對諸如脂蛋白修飾、轉換和細胞功能及代謝產生損傷，還可對葡萄糖和糖蛋白的自身氧化作用和抗氧化酶的糖化作用產生影響[7]。

一、ROS中不同產物相互作用促進腎臟疾病進展

（一）超氧陰離子和過氧化氫

腎小球腎炎時的白細胞是產生O₂-和H₂O₂的主要來源，兩者均與腎小球基底膜損傷和蛋白尿的發生密切相關。給予某些實驗性腎炎動物SOD歧化O₂-、以過氧化氫酶分解H₂O₂，以去鐵胺或對羥基苯甲酸螯合Fe2+阻止OH-生成、用二甲亞砜或二甲基硫脲增加谷胱甘肽過氧化物酶活性進而促進H₂O₂分解，均可減少腎炎動物的蛋白尿[8]。在體外培養的腎小球系膜細胞中，研究發現低密度脂蛋白（LDL）可刺激細胞增殖或肥大以及經血管緊張素Ⅱ（Ang Ⅱ）依賴的NAD（P）H氧化酶產生O₂-，進而激活局部組織RAS產生血管氧化應激反應。而應用Ang Ⅱ 1型（AT1）受體拮抗劑氯沙坦可阻斷過多的O₂-產生，提示LDL產生O₂-作用是經AT1受體介導；而O₂-進一步使NO產生減少，其相互作用可能導致細胞增殖和細胞外基質沉積[9-11]。此外，H₂O₂經腎動脈注入可導致蛋白尿，但并不影響腎血漿流量和GFR。低劑量的H₂O₂在體外可刺激培養的鼠系膜細胞增殖。H₂O₂在體外刺激足細胞，導致足細胞特異性蛋白nephrin和podocin表達下降，線粒體失功，足細胞損傷[12]。

（二）一氧化氮及其衍生的氧化劑

NO通過CGMP引起血管擴張，使腎小球血流動力學改變，從而調節GFR。其與O₂-作用產生的ROS也可能改變GFR。有證據顯示ROS可減少腎小球和系膜細胞的表面積，增加肌球蛋白輕鏈磷酸化，提示它們能調節系膜細胞面積，因此修飾超濾分數，使GFR降低。推測前列腺素和血栓素產生的增加是各種實驗性腎小球疾病包括抗GBM病、多柔比星產生的腎病綜合征和補體引起的腎損傷的蛋白尿和/或GFR下降的重要介導劑。通過激活環氧化酶，ROS和NO能增加前列腺素和血栓素合成。因此，NO及ROS可能在調節GFR和腎血流量的改變中起重要作用。此外，腎臟疾病過程中，氮自由基（RNS）與ROS的相互作用對細胞反應十分重要，如在巨噬細胞凋亡相關調節中，利用ox-LDL和NO供體可觸發轉錄因子P53和低氧誘導因子1α（HIF-1α），蓄積在人巨噬細胞中的P53和HIF-1α伴有ox-LDL產生自由基（如O₂-），NO拮抗這個過程，而O₂-調節NO誘導的HIF-1α穩定性。因此，ROS信號和RNS信號的相互作用對疾病狀態下細胞病理反應十分重要[13-15]。目前研究認為，NO在腎臟疾病的作用中具有兩面性：急性炎癥期NO過多對組織有害，而在病變的慢性期，NO可能通過與腎臟局部RAS的相互作用而具有抗細胞增殖和抗纖維化的作用[9-11]。

（三）髓過氧化物酶-過氧化氫-鹵化物系統（MPO-H₂O₂-Cl）

在腎小球和腎小管間質疾病中，中性多形核白細胞和單核細胞衍生的ROS可能有助于蛋白質、脂質和核酸的氧化修飾。MPO作為一種血紅素蛋白和脂蛋白氧化的催化劑存在于上述細胞中。然而MPO激活后能從存在氯離子的H₂O₂中產生次氯酸/次氯酸鹽，由此作用中MPO-H₂O₂-Cl系統可產生各種含氯蛋白質和脂質加合物，可能引起腎臟不同部分細胞的功能障礙。MPO-H₂O₂-Cl也可通過與其他氧化劑之間的相互調控發揮有益的作用，如：MPO-H₂O₂-Cl系統能拮抗NO-ONOO-途徑，MPO衍生的氯胺（chloramine），特別是牛磺酸氯胺（taurine chloramine）有抗炎癥作用，牛磺酸氯胺能抑制白細胞產生細胞因子，阻斷MCP-1，自由基產生和巨噬細胞中NO合成，MPO-H₂O₂-Cl還能下調NADPH氧化酶活性[16-18]。近年來，通過測定尿MPO介導的蛋白質、脂質，碳氫化合物改變以及對反應性MPO依賴的氧自由基和氮自由基進行免疫組織學和生化研究，已經得到了一些MPO參與人腎小球和腎間質疾病發病的證據。MPO遺傳性缺陷患者的流行病學研究和MPO多形性研究將有望使MPO和它的氧化產物在腎臟疾病的作用進一步得到闡明[16]。

二、炎癥性腎臟疾病中反應性氧代謝物的作用

大量研究已經證實了ROS在炎癥性腎小球腎炎中起到重要作用[19]。在患者患敗血癥或全身炎癥反應綜合征（systemic in flammatory response syndrome，SIRS）時，微血管血栓形成缺血壞死涉及腎小球炎癥和腎小管壞死，反應性氧代謝物在其中也發揮重要作用[20]。

自20世紀90年代起人們開始逐漸認識到白細胞中產生的ROS作為氧化劑的作用及其與腎臟病理生理現象的相關性。大多數炎癥性腎小球疾病表現為蛋白尿，腎小球濾過率改變和某些病理形態改變。表2-5-2-1顯示了支持ROS具有與這些病理生理狀態相關的生物學作用的證據。

目前認為，在腎小球腎炎中，循環的多形核白細胞通過內皮遷移、黏附、浸潤到免疫復合物沉著的系膜區和內皮細胞下。各種可溶性的微粒刺激能激活中性粒細胞和單核細胞，釋放大量ROS和NO衍生的氧化劑。一些免疫反應物，如C3b受體刺激劑、Fc受體刺激劑以及免疫復合物和補體可觸發細胞的氧化反應。NOS除產生NO外，還能產生O₂-和H₂O₂。在患寡免疫復合物性壞死性血管炎和新月體性腎小球腎炎患者的血循環中存在抗中性粒細胞胞質抗體（ANCA），可使中性粒細胞產生大量O₂-。因此，在炎癥性腎小球損傷中激活的中性粒細胞或單核細胞可能是氧化劑的重要來源。其中，ROS中的次氯酸或MPO-H₂O₂-鹵化物可激活明膠酶；氧化劑還能滅活α1蛋白酶抑制劑進而增加對蛋白酶解損害的敏感性，因此釋放彈性酶使腎小球基底膜的細胞外基質成分遭受損傷，氧化劑還能損傷腎小球基底膜的肝素硫酸蛋白多糖合成。因此，白細胞產生的ROS可直接損傷腎小球基底膜引起蛋白尿。研究顯示，ANCA引起的中性粒細胞耗竭能防止抗GBM）病的異源相的蛋白尿；抗單核細胞抗體耗竭單核細胞能防止抗GBM病自體相的蛋白尿，這些結果均支持白細胞介導了腎小球損傷相關的蛋白尿。

如前所述，反應性氧代謝產物（reactive oxygen metabolite，ROM）的作用還可通過對血流動力學的調節作用影響腎小球血管和系膜細胞而調節腎小球濾過率；MPO和H₂O₂均可導致血小板聚集，內皮細胞腫脹和上皮細胞損傷，從而造成腎小球結構損傷。低濃度ROM還可通過系膜細胞中核轉錄因子NF-κB激活細胞內其他信號途徑。

目前，在不同類型的炎癥性腎小球疾病中均獲得了ROS作用的證據：

（一）狼瘡性腎炎

對狼瘡性腎炎的患者研究顯示，免疫復合物的沉積可激活炎癥細胞釋放大量的一氧化氮（NO）、超氧陰離子和其他活性氧自由基（ROS），使機體產生氧化損傷，加重腎臟損害[21]。另有研究表明，NO是一種活性很強的自由基，在狼瘡性腎炎活動期，NO水平增高，體內循環免疫復合物沉積于腎小球和腎小管間質中，激活補體，趨化炎癥細胞聚集并釋放大量的NO、超氧陰離子[22]。姜紅等[23]發現，SOD可阻斷ROS連鎖反應，抑制脂質過氧化，具有保護細胞膜、激活多種輔酶的功能，與GSH-px和GSH一道在清除ROS、對抗ROS造成的氧化損傷中發揮作用，在狼瘡性腎炎活動期，SOD、GSH-px和GSH因消耗增加導致體內含量明顯下降，因此狼瘡性腎炎活動期患者抗氧化能力明顯下降。

（二）ANCA相關性血管炎

在ANCA陽性的壞死性腎小球腎炎中，顯著的中性粒細胞和單核細胞浸潤和ANCA分別結合到中性多形核白細胞的MPO或PR3表位，是此類ANCA相關性小血管炎的常見特征。在以MPO免疫的鼠中，以溶酶體的酶浸出液和H₂O₂灌注，可導致腎小球毛細血管內血栓形成，隨后出現增生性腎小球腎炎，表現為腎小球毛細血管壁壞死、毛細血管外細胞增殖、中性粒細胞和單核細胞浸潤并有血管炎。以ANCA激活的中性多形核白細胞可結合到血管內皮層，產生超氧陰離子和H₂O₂，H₂O₂可進一步加速HOCl的產生和不依賴NO合成酶的非酶性NO形成，導致腎臟損傷。

（三）新月體腎炎

抗GBM病是一種最具特征性的補體和中性粒細胞依賴性的腎小球損傷，其病變與中性粒細胞和巨噬細胞產生的大量超氧陰離子、H₂O₂和NO密切相關。OH-清除劑dimethiourea、ONOO-清除劑deferoxamin、過氧化氫酶以及NOS抑制劑N-monomethl-L-arginine等均可顯著減少此類腎炎動物模型的蛋白尿。

三、反應性氧代謝物在蛋白尿相關腎臟疾病中的作用

在多種蛋白尿相關的原發或繼發性腎小球疾病中，ROS的產生主要來源于損傷的腎臟固有細胞，部分與局部活化的單核巨噬細胞也參與ROS的產生。ROS與抗氧化防御機制之間的失衡是腎病綜合征足細胞損傷的重要機制之一。建立實驗性腎病綜合征大鼠模型，用抗氧化酶預處理實驗動物可以減輕足細胞病變、預防蛋白尿的產生，說明ROS可能介導足細胞損傷。在膜性腎病、微小病變腎病、局灶節段硬化性腎炎的動物模型中，均發現超量產生的ROS與足細胞損傷有關。ROS影響腎小球內皮細胞和上皮細胞，破壞正常的腎小球選擇通透性，給予動物抗氧化劑能顯著防止足突融合和蛋白尿。

（一）微小病變腎病

在類似人類微小病變腎病的嘌呤霉素氨基核苷模型研究中，提示ROM起到重要作用。證據包括[24]：①當外源性嘌呤霉素氨基核苷加入剛分離的腎小球或培養的腎小球上皮細胞時，可產生超氧陰離子、H₂O₂和OH-增加；②ROM清除劑可顯著減少模型組的蛋白尿；③硒缺乏的飲食顯著減少谷胱甘肽過氧化物酶，可增加蛋白尿；④糖皮質激素可產生抗氧化劑酶，能增加SOD活性，清除超氧陰離子，從而減少蛋白尿。

（二）局灶節段性腎小球硬化癥

Daehn[25]等應用可特異性活化足細胞中的TGF-β通路，誘導局灶節段性腎小球硬化的轉基因小鼠，用多柔比星誘導腎小球硬化，促進足細胞釋放內皮素。內皮細胞損傷后，釋放大量ROS，小鼠蛋白尿迅速增長、腎功能急劇進展；當抑制內皮素受體或阻斷線粒體損傷激發的ROS反應時，可顯著阻斷足細胞損傷，減少蛋白尿和腎功能進展。Binder等用逆轉錄病毒插入導致Mpv17基因失活的小鼠模型模擬FSGS，發現Mpv17在ROS的過氧化物酶代謝中起著重要作用[26]。與野生型小鼠相比，Mpv17基因失活的小鼠腎小球中生成并釋放出大量ROS分子，誘導足細胞病變，產生大量蛋白尿，加重腎臟損傷。

（三）膜性腎病

被動的Heymann膜性腎病模型是一種補體依賴、非中性粒細胞依賴的腎小球疾病模型，類似人類膜性腎病。ROM在膜性腎病模型中發揮重要作用。證據包括[24]：①腎小球中顯示存在H₂O₂；②OH-清除劑、鐵螯合劑減少蛋白尿；③喂缺硒食物產生谷胱甘肽過氧化物酶顯著減少，加重蛋白尿；④喂缺鐵食物減少蛋白尿。目前認為，OH-激發脂質過氧化物是被動性Heymann腎炎出現蛋白尿的關鍵因素。脂質過氧化物造成的基底膜損傷可能改變腎小球基底膜的通透性，參與蛋白尿的發生機制[1]。

（四）糖尿病腎病

近年來，Brownlee教授提出線粒體電子傳遞鏈在電子傳遞過程中導致的過氧化物產生過多是高血糖誘導血管損傷的共同機制，其核心是高糖引起線粒體中超氧陰離子生成過多，導致組織細胞中發生氧化應激，而氧化應激可引起多元醇通路的激活、糖基化終末產物（AGEs）的形成、蛋白激酶C（PKC）途徑及氨基己糖途徑的激活，引起細胞代謝功能紊亂，最終導致包括糖尿病腎病在內的各種慢性并發癥。這標志著對糖尿病慢性并發癥發病機制的認識有了一個突破性的進展。

葡萄糖在自氧化過程中不產生分子氧，而是產生氧化反應的中間產物，包括超氧陰離子、羥自由基和過氧化氫。體內過度產生的活性氧可交聯脂質、蛋白質等大分子活性物質，損傷血管內皮細胞，誘導炎癥介質的釋放，進一步造成腎臟損傷，加速糖尿病腎病進展[27,28]。其中，NAPDH氧化酶和線粒體電子傳遞鏈在高糖誘導的ROS生成中發揮重要作用[29]。ROS在糖尿病腎病損傷發生機制的研究中（圖2-5-2-1），發現活性氧除直接損傷血管內皮以外，還可以作為信號通道的傳遞者，促進高糖誘導的信號通路的轉導及介導前纖維化基因合成的轉錄因子的活化，包括激活信號轉導途徑如蛋白激酶C（PKC）、絲裂原活化蛋白激酶（MAPK）及轉錄因子如核轉錄因子（NF-κB）、活化蛋白（AP-l），嚴格控制血糖和阻斷RAS系統激活均可降低ROS產生[28]。研究顯示，紅杉醇可以抑制2型糖尿病腎病ob/ob小鼠腎臟損傷的進展，主要通過降低malondialdehyde（MDA）、ROS，抗氧化、抑制TGF-β表達發揮作用[30]。牛磺酸可通過降低2型糖尿病大鼠MDA和ROS水平發揮抗氧化作用，降低腎皮質VEGF和nephrin基因表達，延緩糖尿病大鼠腎臟病變進展[31]。在糖尿病腎病患者的腎小球中發現泡沫巨噬細胞浸潤，在系膜區K-W結節中發現有氧化修飾的糖基化終產物和糖氧化產物高表達。研究進一步發現，糖基化氧化產物和補體的相互作用可引起腎內動脈中層平滑肌細胞損傷，促進糖尿病腎病的進展[32]。

近期研究顯示，NO在糖尿病腎病中的作用中存在爭議。NO作為較強的血管舒張因子在血流動力學方面已作了大量的研究，然而學者們在對NO與糖尿病腎病的關系探討中卻得到很多相互矛盾的結論。有學者報道糖尿病腎病患者腎臟內皮型NOS表達增高，提示NO活性是被激活的，參與了腎小球高濾過狀態及系膜基質的增生[33,34]。而Ishii等[35]和Tessari等[36]研究中卻得出糖尿病腎病時NOS的表達下降的結論。Atul等[37]學者也對高脂喂養2周再注射小劑量STZ后6周的糖尿病大鼠進行研究，發現大鼠體內的NO水平是降低的，而且是通過影響解偶聯的內皮型NOS的作用來實現的。Radko和Anderson[38]通過對大量研究結果的薈萃分析提出，體內實驗得出NO升高或下降的結論與所觀察的糖尿病腎病的特定時期有關，NO升高者多處于糖尿病腎病早期，而NO下降者則多表現在糖尿病腎病的晚期。確切的結論，尚需要進一步細致研究得出。

四、腎小球硬化和腎間質纖維化中反應性氧代謝物的作用

血管緊張素Ⅱ刺激細胞產生活性氧是腎臟病理生理機制中的主要信號傳遞物質，加速腎臟硬化和間質纖維化[39,40]。研究顯示，血管緊張素Ⅱ可上調NADPH氧化酶亞單位，包括NOX1，p47phox，p67phox和p22phox[39]。另有研究顯示，血管緊張素Ⅱ通過開放線粒體K_ATP通道[41]和誘導腎小管上皮細胞線粒體NADPH氧化酶亞單位NOX4表達[42]，促進線粒體ROS生成。研究發現，一種腸肽，Ghrelin，通過抑制ROS生成，減輕血管緊張素Ⅱ誘導的小鼠的腎小球硬化和間質纖維化[43]。

新近發現，奈比洛爾（一種選擇性的β1受體拮抗劑）可改善腎小管、間質的超微結構，改善線粒體重塑，減輕線粒體損傷，降低NADPH氧化酶活性，抑制氧化應激，減輕腎間質纖維化的進展[44]。

五、急性腎損傷中反應性氧代謝物的作用

（一）缺血再灌注損傷

缺血再灌注損傷（ischemia reperfusion injury，IRI）是導致急性腎損傷（acute kidney injury，AKI）的關鍵原因之一。IRI誘導腎小管上皮細胞凋亡和壞死的確切機制尚不十分清楚。大量研究表明，腎臟IRI期間可通過氧自由基生成增加、細胞內鈣超載、多種凋亡調控基因的表達改變和黏附分子表達增加等途徑誘導細胞凋亡，其中氧化-抗氧化平衡系統紊亂可能是IRI導致急性腎小管上皮細胞凋亡和壞死的重要因素之一。研究顯示，產生的大量氧自由基可通過多種機制發揮作用，包括：①直接損傷細胞DNA；②使具有酶活性的蛋白質喪失功能；③影響核基因轉錄，改變細胞表型；④引起細胞膜脂質過氧化；⑤影響細胞信號轉導系統等途徑誘導腎小管上皮細胞凋亡（圖2-5-2-2）。氧自由基對腎小管上皮細胞和腎血管內皮細胞都能造成損傷，外源性SOD、還原型谷胱甘肽以及維生素E等氧自由基清除劑對腎都有一定的保護作用。研究表明，別嘌醇是黃嘌呤氧化酶抑制劑，在腎缺血再灌注模型中，能減少超氧陰離子的生成，減輕腎損害[45]。

（二）中毒性腎損傷

腎臟是體內最主要的代謝器官之一，其主要功能為生成尿液，排泄代謝產物，維持體液平衡和內環境的穩定。正常情況下，機體產生的過多自由基能被抗氧化系統及時清除，使自由基水平處于極低的微量平衡狀態，但在化學毒物損傷的情況下，機體無法阻止氧化損傷，使腎臟功能受損，導致腎小球濾過作用降低，體內代謝終產物堆積[46,47]。此外，一些腎毒性藥物的應用（如化療藥順鉑、免疫抑制劑及一些抗生素等）均可引起腎臟損傷，氧化應激在其中發揮重要作用。鈣調磷酸酶抑制劑，如環孢素A，可通過增加氧化應激，上調H₂O₂誘導的DNA損傷[48]。為了防御活性氧自由基的損傷和破壞，組織和細胞中建立和形成了一整套完善的抗氧化防御系統（SOD、CAT、GsH-Px等）。SOD的主要功能是將氧的單價還原產物O₂-歧化生成H₂O₂，構成氧自由基對機體的第一道防線。因此，SOD經常被用作環境脅迫與水域污染的潛在指標[49]。SOD活性的下降表明腎臟可能受到了氧自由基的攻擊，而血清內該酶活性的下降，則進一步表明了整個機體受到超氧自由基的攻擊造成了細胞損傷。在脂多糖（LPS）誘導的AKI研究中，發現益母草堿干預，可改善AKI小鼠腎臟功能，抑制氧化應激，下調反應性氧代謝物誘導的IκB磷酸化和轉錄因子NFκB（P65）的核轉移[50]。

（三）造影劑腎病

造影劑腎病（CIN）是醫院獲得性急性腎損傷的第3位病因，約占醫院獲得性急性腎損傷的12%[51]。目前認為氧化應激參與CIN的發病。其機制可能與其誘導腎小管上皮細胞凋亡和壞死，尤其是腎臟外髓mTALs和S3節段的近曲小管細胞壞死，及腎臟血管痙攣加重腎臟缺血缺氧反應有關[52]。體外實驗中發現，用不同種類的造影劑刺激人腎小管上皮細胞HK-2，造影劑導致細胞活性下降，同時發現造影劑下調了細胞生長、增殖的信號通路關鍵分子AKT和ERK1/2激活[53]。另有研究發現，造影劑可誘導腎小管上皮細胞中調控細胞凋亡、增殖的轉錄因子，如FoxO3a、STAT3的活化和失活[54,55]。Xiong等[56]發現非離子型造影劑ioversol可刺激大鼠腎小管皮細胞株NRK-52E細胞產生ROS，ROS進一步誘導NRK-52E細胞凋亡，證實了ROS介導造影劑對腎小管上皮細胞的損傷。Cetin等[57]發現高滲離子型造影劑能使大鼠腎臟脂質過氧化物MDA水平明顯升高；Devrim等[58]報道低滲非離子型造影劑iomeprol使腎臟MDA水平升高，而抗氧化酶SOD、CAT和GSH-PX活性沒有影響。

六、腎臟替代治療中反應性氧代謝物的作用

腎臟替代治療主要包括血液透析、腹膜透析和腎移植。維持性血液透析患者氧化應激增強和氧自由基清除系統的嚴重損傷，導致ROS產生增多，形成氧化和抗氧化系統失衡，其氧化應激的機制尚未完全闡明，目前研究顯示可能與晚期糖基化終末產物、同型半光氨酸血癥等刺激ROS生成、尿毒癥毒素潴留和自身代謝紊亂導致的抗氧化酶活性降低，以及與血液透析本身透析膜不相容性，透析液污染使內毒素通過透析膜入血，激活單核巨噬細胞，促進細胞內ROS產生等多種因素密切相關[59-61]。方均燕等[62]將40例終末期腎疾病患者分為血液透析治療組（HD組）和非血液透析治療組（NHD組）；以同期接受體檢的20名健康志愿者作為正常對照組（NC組）。采集各組靜脈全血，結果顯示與NC組比較，HD組和NHD組的CD3+、CIM+T細胞百分比及CD4+/CD8+比值均顯著降低；CD4+T細胞凋亡率上升，增殖率下降；IL-4含量增加，IFN-γ含量減少；血清超氧化物歧化酶（SOD）活性降低，丙二醛（MDA）水平升高。HD組與NHD組CD3+、CD4+T細胞百分比、CD4+T細胞凋亡率和IL-4、IFN-γ含量比較明顯增高。相關性分析表明，在終末期腎臟病患者中，外周血CD4+T細胞百分比與其細胞凋亡率呈顯著負相關，與細胞增殖率呈顯著正相關；CD4+T細胞凋亡率與血清MDA水平呈顯著正相關，與血清SOD活性呈顯著負相關；細胞培養上清液中IL-4含量與血清MDA水平呈顯著正相關。表明ESRD患者處于氧化應激狀態，外周血輔助性T淋巴細胞數量減少且相關細胞因子分泌異常。其發生機制可能與誘導CD4+T細胞過度凋亡和Th1/Th2細胞因子失衡使機體免疫功能缺陷發生相關。不同生物相容性的透析器對MHD患者ROS的影響一直是腎臟病學者研究的熱點問題，有研究報道聚砜膜比銅仿膜對MHD患者ROS的清楚效果更好[63]。

腹膜透析是治療終末期腎疾病ESRD的有效方法之一，而超濾衰竭（ultra filtration failure，UFF）是腹透患者退出治療的主要原因之一[64,65]。目前認為，高葡萄糖腹膜透析液引起細胞內線粒體所產生的活性氧ROS增加[66]，在PD患者腹膜間皮細胞氧化損傷、進而引起UFF過程中起關鍵作用，但具體機制并不清楚。研究證實[67,68]，高糖腹透液及其反應產物可引起HPMC ROS生成增多，從而導致腹膜間皮細胞的氧化應激損傷，可能是導致腹膜功能受損、通透性發生改變的重要原因之一。體外培養腹膜間皮細胞，發現高糖腹透液可抑制腹膜間皮細胞線粒體呼吸鏈復合物Ⅲ，抗氧化物酶活性明顯下降，同時線粒體ROS明顯升高，細胞凋亡增多。過氧化物酶體增殖物激活受體γ輔助激活因子（peroxisome proliferator activated receptor gamma coactivator 1-alpha，PGC-1α）蛋白的表達隨高糖腹透液濃度升高而下降。研究顯示，高糖腹透液可能通過抑制PGC-1α蛋白的表達，抑制線粒體呼吸鏈活性以及抗氧化物酶活性，促進ROS積聚，誘導細胞凋亡[69]。另有研究顯示，高糖培養的HPMC可以產生較多的過氧化氫，而作為ROS中的重要一員，過氧化氫已被證實可以導致人多種細胞肥大、衰老，出現細胞周期停滯，而且可以影響細胞周期抑制蛋白P21、P27表達。唐等報道[70]，高糖、外源性過氧化氫均可使腹膜間皮細胞周期發生停滯，且高糖增加外源性過氧化氫的毒性作用；高糖的這種作用與內源性活性氧致P21的表達增加有關，使用抗氧化劑可使之減弱。Lee等[71]體外研究發現高糖可能通過激活腹膜間皮細胞內DAG-PKC、NADPH氧化酶、線粒體的新陳代謝而增加細胞內ROS的生成，并上調FN的表達，ROS不僅是PKC的下游還是上游的信號分子，在高糖誘導腹膜間皮細胞表達FN的過程中發揮信號放大作用。另有研究發現，硫化氫可通過抑制氧化應激反應、抑制caspase 3活性、發揮抗凋亡效應，減輕高糖對腹膜間皮細胞的損傷作用[72]。

此外，在腎移植患者體內、體外實驗研究中，亦發現ROS產生增加，氧化應激反應參與了移植宿主的免疫排斥反應[73,74]。環孢素A是腎移植患者最常用的抗排斥反應的免疫抑制劑之一，研究顯示，環孢素A對肝腎的毒副作用，主要與線粒體損傷，ROS釋放增多，誘導凋亡反應，導致肝腎功能損傷[75]。

綜上所述，氧化應激可導致腎損傷，并在多種腎臟疾病發生與進展中起重要作用，腎臟損傷也可加劇氧化應激，兩者相互聯系，相互影響。如何改善腎臟病患者的氧化應激，從而改善腎損傷患者預后，這是當今學者研究的熱點問題。總之，對氧化應激防治的深入研究將在提高腎臟病患者生活質量、降低其死亡率方面具有重要意義。

（劉　娜　莊守綱）

參考文獻

1.ZOROV DB, JUHASZOVA M, SOLLOTT SJ. Mitochondrial reactive oxygen species(ROS) and ROS-induced ROS release, 2014, 94(3):909-950.

2.BAUER G. Targeting extracellular ROS signaling of tumor cells. Anticancer Res, 2014, 34(4): 1467-1482.

3.ANTONIO PISANI, ELEONORA RICCIO, MICHELE ANDREUCCI, et al. Role of reactive oxygen species in pathogenesis of radiocontrast-induced nephropathy. Biomed Res Int, 2013, 2013(4):868321.

4.RAKSHIT S, CHANDRASEKAR BS, SAHA B, et al. Interferon-gamma induced cell death: Regulation and contributions of nitric oxide, cJun N-terminal Kinase, reactive oxygen species and peroxynitrite. Biochim Biophys Acta, 2014, 1843(11): 2645-2661.

5.BADDING MA, FIX NR, ANTONINI JM, et al. A comparison of cytotoxicity and oxidative stress from welding fumes generated with a new nickel-, copper-based consumable versus mild and stainless steel-based welding in RAW 264. 7 mouse macrophages. PLoS One, 2014, 9(6): e101310.

6.YOSHIOKA N, ADACHI J, UENO Y, et al. Oxysterols increase in diabetic rats. Free Radic Res, 2005,39(3):299-304.

7.LOPES JP, OHVEIRA SM, SOARCS FORTUNATO J. Oxidative stress and its effects oil insulin resistance and pancreatic beta cells dysfunction：relatiomhip with type 2 diabetes mellitus complications. Acta Med Port,2008, 21(3):293-302.

8.SELDIN DW, GIEBISCH G. The kidney: Physiology and Pathophysiology. 3rd ed. Philadelphia: Lippincott Williams & Wilkins, 2000: 2676-2677.

9.PARK SY, SONG CY, KIM BC, et al. Angiotensin II mediates LDL-induced superoxide generation in mesangial cells. Am J Physiol Renal Physiol, 2003, 285(285): F909-F915.

10.PETERS H, BORDER WA, RUCKERT M, et al. L-arginine supplementation accelerates renal fibrosis and shortens life span in experimental lupus nephritis. Kidney Int, 2003, 63(4): 1382-1392.

11.CARLSTR?M M, BROWN RD, YANG T, et al. L-arginine or tempol supplementation improves renal and cardiovascular function in rats with reduced renal mass and chronic high salt intake. Acta Physiol, 2013,207(4): 732-741.

12.SU M, DHOOPUN AR, YUAN Y, et al. Mitochondrial dysfunction is an early event in aldosterone-induced podocyte injury. Am J Physiol Renal Physiol, 2013, 305(4):F520-531.

13.BRUNE B, ZHOU J, VON KNETHEN A. Nitric oxide, oxidative stress, and apoptosis. Kidney Int, 2003,63(84): S22-S24.

14.PETERS H, DAIG U, MARTINI S, et al. NO mediates antifibrotic actions of L-arginine supplementation following induction of anti-thyl glomerulonephritis. Kidney Int, 2003, 64(2):509-518.

15.ERDELY A, WAGNER L, MULLER V, et al. Protection of Wistar Furth rats from chronic renal disease is associated with maintained renal nitric oxide synthase. J Am Soc Nephrol, 2003, 14(10):2526-2533.

16.MALLE E, BUCH T, GRONE HJ. Myeloperoxidase in kidney disease. Kidney Int, 2003, 64(6):1956-1967.

17.PENG H, TAKANO T, PAPILLON J, et al. Complement activates the c-Jun N-terminal kinase/stress-activated protein kinase in glomerular epithelial cells. J Immunol, 2002, 169(5):2594-2601.

18.CHOI M, ROLLE S, RANE M, et al. Extracellular signal-regulated kinase inhibition by statins inhibits neutrophil activation by ANCA. Kidney Int, 2003, 63(1):96-106.

19.MANUCHA W. Mitochondria and oxidative stress participation in renal in flammatory process. Medicina (B Aires), 2014, 74(3): 254-258.

20.Baue AE, Faist E, Fry DE. Multiple organ failure. New York: Springer-Verlag, 2000: 167-175, 369-377.

21.姜紅，羅鋼，王淑蘭.狼瘡性腎炎患者氧化損傷及抗氧化功能的評價. 中華風濕學雜志，2003，7（3）：181-183.

22.張肇，陳孝文，江黎明，等.狼瘡腎炎患者白細胞介素-13的血漿水平和基因表達. 中華腎臟病雜志，2000,16(1):20-23.

23.姜紅，王淑蘭，羅鋼.谷胱甘肽轉移酶μ基因缺失和氧化損傷與系統性紅斑狼瘡相關性研究. 中華風濕病學雜志，2001, 5(3):156-159.

24.GONICK H. Current Nephology. Chicago: Mosby Year Book, 1997: 135-151.

25.DAEHN I, CASALENA G, ZHANG T, et al. Endothelial mitochondrial oxidative stress determines podocyte depletion in segmental glomerulosclerosis. J Clin Invest, 2014, 124(4):1608-1621.

26.BINDER CJ, WEIHER H, EXNER M, et al. Glomerular overproduction of oxygen radicals in Mpv17 geneinactived mice causes podocyte foot process flattening and proteinuria: A model of steroid-resistant nephrosis sensitive to radical scavenger therapy. Am J Pathol, 1999, 154(4): 1067-1075.

27.HA H, HWANG IA, PARK JH, et al. Role of reactive oxygen species in the pathogenesis of diabetic nephropathy. Diabetes Res Clin Pract, 2008, 82:S42-45.

28.YUAN F, LIU YH, LIU FY, et al. Intraperitoneal administration of the globular adiponectin gene ameliorates diabetic nephropathy in Wistar rats. Mol Med Rep, 2014, 9(6):2293-2300.

29.NAM SM, LEE MY, KOH JH, et al. Effects of NADPH oxidase inhibitor on diabetic nephropathy in OLETF rats: the role of reducing oxidative stress in its protective property. Diabetes Res Clin Pract, 2009, 83(2):176-182.

30.LI XW, LIU Y, HAO W, et al. Sequoyitol ameliorates diabetic nephropathy in diabetic rats induced with a highfat diet and a low dose of streptozotocin. Can J Physiol Pharmacol, 2014, 92(5):405-417.

31.KOH JH, LEE ES, HYUN M, et al. Taurine alleviates the progression of diabetic nephropathy in type 2 diabetic rat model. Int J Endocrinol, 2014, 2014(3):397307.

32.REUTOV VP, SOROKINA EG. NO-synthase and nitrite-reductase components of nitric oxide cycle.Biochemistry (Mosc), 1998, 63(7): 874-884.

33.BERND H, CHRISTIAN PM, BIRGIT H, et al. Analysis of NO synthase expression and clinical risk factors in human diabetic nephropathy. Nephrol Dial Transplant, 2008, 23(4):1346-1354.

34.HOSTETTER TH. Hyper filtration and glomerulosclerosis. Semin Nephrol, 2003, 23(2):194-199.

35.ISHII N, PATEL KP, LANE PH, et al. Nitric oxide synthesis and oxidative stress in the renal cortex of rats with diabetes mellitus. J Am Soc Nephrol, 2001, 12(8):1630-1639.

36.TESSARI P, CECCHET D, COSMA A, et al. Nitric oxide synthesis is reduced in subjects with type 2 diabetes and nephropathy. Diabetes, 2010, 59(9):2152-2159.

37.ATUL A, HARLOKESH NY, SHARMA PL. Involvement of vascular endothelial nitric oxide synthase in development of experimental diabetic nephropathy in rats. Mol Cell Bioch, 2011, 354:57-66.

38.RADKO K, ANDERSON S. Paradoxes of nitric oxide in the diabetic kidney. Am J Physiol Renal Physiol,2003, 284(6):1121-1137.

39.SACHSE A, WOLF G. Angiotensin II-induced reactive oxygen species and the kidney. J Am Soc Nephrol,2007, 18(9):2439-2446.

40.SHAH SV, BALIGA R, RAJAPURKAR M, et al. Oxidants in chronic kidney disease. J Am Soc Nephrol, 2007,18(1):16-28.

41.KIMURA S, ZHANG GX, NISHIYAMA A, et al. Role of NAD(P)H oxidase-and mitochondria-derived reactive oxygen species in cardioprotection of ischemic reperfusion injury by angiotensin II. Hypertension,2005, 45(5):860-866.

42.KIM SM, KIM YG, JEONG KH, et al. Angiotensin II induced mitochondrial Nox4 is a major endogenous source of oxidative stress in kidney tubular cells. PLoS One, 2012, 7(7):e39739.

43.FUJIMURA K, WAKINO S, MINAKUCHI H, et al. Ghrelin protects against renal damages induced by angiotensin-II via an antioxidative stress mechanism in mice. PLoS One, 2014, 9(4):e94373.

44.HAYDEN MR, HABIBI J, WHALEY-CONNELL A, et al. Nebivolol attenuates maladaptive proximal tubule remodeling in transgenic rats. Am J Nephrol, 2010, 31(3):262-272.

45.ZHANG G, ZOU X, MIAO S, et al. The anti-oxidative role of Micro-vesicles derived from human Wharton-Jelly mesenchymal stromal cells through NOX2/gp91(phox) suppression in alleviating renal ischemiareperfusion injury in rats. PLoS One, 2014, 9(3):e92129

46.ATESSAHIN A, YILMAZ S, KALLHAN I, et a1. Effects of lycopene against cisphfin induced nephrotoxicity and oxidative strauss in rats. Toxicology, 2005, 212:116-123.

47.NAZIROGLU M．KARAOGLU A, AKSOY AO. Selenium and high dose vitamin E administration protects cispatin induced oxidative damage to renal, liver and lens tissues in rats. Toxicology, 2004, 195:221-230.

48.HERMAN-EDELSTEIN M, ROZEN-ZVI B, ZINGERMAN B, et al. Effect of immunosuppressive drugs on DNA repair in human peripheral blood mononuclear cells. Biomed Pharmacother, 2012, 66(2):111-115.

49.ACHUBA FI. Superoxide dismutase and lipid peroxidation levels in fish from the Ethiope River in southern Nigeria. Bull Environ Contain Toxicol, 2002, 69(6):892-899．

50.XU D, CHEN M, REN X, et al. Leonurine ameliorates LPS-induced acute kidney injury via suppressing ROS-mediated NF-κB signaling pathway. Fitoterapia, 2014, 97:148-155.

51.PANNU N, WIEBE N, TONELLI M, et a1．Prophylaxis strategies for contrast-induced nephropathy. JAMA,2006, 295(23):2765-2779．

52.PISANI A, RICCIO E, ANDREUCCI M, et al. Role of reactive oxygen species in pathogenesis of radiocontrast-induced nephropathy. Biomed Res Int, 2013, 2013(4):868321.

53.ANDREUCCI M, FUIANO G, PRESTA P, et al. Radiocontrast media cause dephosphorylation of Akt and downstream signaling targets in human renal proximal tubular cells. Biochem Pharmacol, 2006, 72(10):1334-1342.

54.ANDREUCCI M, FAGA T, RUSSO D, et al. Differential activation of signaling pathways by low-osmolar and iso-osmolar radiocontrast agents in human renal proximal tubular cells. J Cell Biochem, 2013, 115(2):281-289.

55.ANDREUCCI M, LUCISANO G, FAGA T, et al. Differential activation of signaling pathways involved in cell death, survival and in flammation by radiocontrast media in human renal proximal tubular cells. Toxicol Sci,2011, 119(2):408-416.

56.XIONG XL, JIA RH, YANG DP, et al．Rbesartan attenuates contrast media-induced NRK-52E cells apoptosis. Pharmacol Res, 2006, 54(4):253-260．

57.CETIN M, DEVRIM E, SERIN KILIQOGLN S, et a1. Ionic high osmolar contrast medium causes oxidant stress in kidney tissue：partial protective role of ascorbic acid．Ren Fail, 2008, 30(5):567-572．

58.DEVRIM E, CETIN M, NAMUSLU M, et al. Oxidant stress due to non ionic low osmolar contrast medium in rat kidney．Indian J Med Res, 2009, 130(4):433-436．

59.BOBAN M, KOCIC G, RADENKOVIC S, et al. Circulating purine compounds, uric acid, and xanthine oxidase/dehydrogenase relationship in essential hypertension and end stage renal disease. Ren Fail, 2014,36(4):613-618.

60.YILDIZ G, AYDIN H, MA?DEN K, et al. In fluence of single hemodialysis session on serum paraoxonase-1,arylesterase activity, total ox?dant status and total antioxidant status. Minerva Med, 2014, 105(1):79-87.

61.STOCKLER-PINTO MB, MAFRA D, MORAES C, et al. Brazil nut (Bertholletia excelsa, H. B. K.) improves oxidative stress and in flammation biomarkers in hemodialysis patients. Biol Trace Elem Res, 2014, 158(1):105-112.

62.方均燕，張薇.終末期腎病患者氧化應激與輔助性T淋巴細胞的關聯研究. 上海交通大學學報醫學版，2010，30（10）：1221-1225.

63.VARAN HI, DURSUN B, DURSUN E, et al. Acute effects of hemodialysis on oxidative stress parameters in chronic uremic patients: comparison of two dialysis membranes. Int J Nephrol Renovasc Dis, 2010, 3:39-45.

64.LEE SW, KIM HJ, KWON HK, et al. Agreements between indirect calorimetry and prediction equations of resting energy expenditure in end-stage renal disease patients on continuous ambulatory peritoneal dialysis.Yonsei Med J, 2008, 49(2):255-264.

65.BELLAVIA S, COCHE E, GOFFIN E. Exploration of ultra filtration failure in peritoneal dialysis. Nephrol Ther,2008, 4(7):590-596.

66.LU Y, SHEN H, SHI X, et al. Hydrogen sulfide ameliorates high-glucose toxicity in rat peritoneal mesothelial cells by attenuating oxidative stress. Nephron Exp Nephrol, 2014, 126(3):157-165.

67.ZHU X, LING G, XIAO L, et al. Role of mitochondrial respiratory chain complex III in high glucose peritoneal dialysate-induced hyperpermeability of HPMCs. Ren Fail, 2010, 32(9):1103-1108.

68.KIM YL, CHO JH, CHOI JY, et al. Systemic and local impact of glucose and glucose degradation products in peritoneal dialysis solution. J Ren Nutr, 2013, 23(3):218-222.

69.朱雪婧，文楓，楊淡昳，等.高糖腹膜透析液對腹膜間皮細胞PGC-1α蛋白表達以及線粒體相關氧化凋亡的影響. 中南大學學報醫學版, 2013, 38（11）：1085-1091.

70.唐知還，張政，姚建，等.高糖與活性氧對人腹膜間皮細胞P21waf1表達的影響. 腎臟病與透析腎移植雜志，2002，11（6）：527-532.

71.LEE HB, YU MR, SONG JS, et al. Reactive oxygen species amplify Protein kinase C signaling in high glucose induced fibronectin expression by human peritoneal mesothelial cells. Kidney Int, 2004, 65(4): 1170-1179.

72.LU Y, SHEN H, SHI X, et al. Hydrogen sulfide ameliorates high-glucose toxicity in rat peritoneal mesothelial cells by attenuating oxidative stress. Nephron Exp Nephrol, 2014, 126(3):157-165.

73.KRAAIJ MD, VAN DER KOOIJ SW, REINDERS ME, et al. Dexamethasone increases ROS production and T cell suppressive capacity by anti-in flammatory macrophages. Mol Immunol, 2011, 49(3):549-557.

74.KRAAIJ MD, KOEKKOEK KM, GELDERMAN KA, et al. The NOX2-mediated ROS producing capacity of recipient cells is associated with reduced T cell in filtrate in an experimental model of chronic renal allograft in flammation. Transpl Immunol, 2014, 30:65-70.

75.KOROLCZUK A, MACIEJEWSKI M, CZECHOWSKA MD PHD G, et al. Ultrastructural examination of renal tubular epithelial cells and hepatocytes in the course of chronic cyclosporin A treatment-a possible link to oxidative stress. Ultrastruct Pathol, 2013, 37(5):332-339.